ТРИХОДЕРМА - новое спасение от вредителей! Супервозможности популярного микопаразита.

Триходерма - широко известный помощник в садовых и огородных делах. Отлично, что люди перестали путать триходерму и трихопол и больше не лечат трихополом растения. Возможности триходермы в лечении растений от грибковых болезней просто огромны. Но может ли триходерма избавить нас от вредителей? Давайте узнаем, что об этом говорит наука.

Ученые проводят массу экспериментов с триходермой и в 100 % подтверждают: триходерма улучшает рост растений, причем по разным причинам. На фото: слева - растения. выращенные просто в земле; справа - растения, выращенные с добавлением триходермы (https://www.frontiersin.org/journals/microbiology/articles/10.3389/fmicb.2024.1283492/full).

Насекомые являются основными вредителями растений, вызывая потери урожая при выращивании и хранения. В мировом масштабе потери, вызванные насекомыми-вредителями (а еще есть клещи, моллюски и нематоды), достигают 70% производства. Еще в 20-х годах 20 века в практику сельского хозяйства были введены синтетические пестициды, которые, однако, очень быстро привели к деградации земель, стали накапливаться в экосистемах и продукции. стали попадать к нам на стол вместе с продуктами питания. Уверен, многие еще помнят печально известный ДДТ.

В этом материале я соберу научные сведения, которые доказывают, что триходерма - это новая надежда на избавление от вредителей безопасным путем.

Триходерма - довольно широко распространенный в природе гриб.

В почве и во взаимодействии с растениями присутствует множество микроорганизмов, которые ведут себя как энтомопатогены и могут использоваться в качестве эффективных агентов биологической борьбы, известных как биопестициды, против различных сельскохозяйственных вредителей (Sindhu et al., 2017). Бактерии могут действовать посредством продукции токсинов, например, Bacillus thuringiensis, вторичных инсектицидных метаболитов, например, Photorhabdus luminescens, или прямого паразитирования, например, Bacillus cereus или Pseudomonas entomophila (Sindhu et al., 2017). Различные вирусы (Sindhu et al., 2017, Singh et al., 2019), цианобактерии (Poveda, 2020a), простейшие (Sindhu et al. 2017), нематоды (Sindhu et al., 2017, Singh et al., 2019) и грибы (Sindhu et al., 2017, Singh et al., 2019) с большой энтомопатогенной способностью также были зарегистрированы в качестве биопестицидов в сельском хозяйстве .

Грибы, являющиеся паразитическими микроорганизмами, способными заражать и убивать членистоногих, известны как энтомопатогены. Наиболее изученными и широко используемыми в сельском хозяйстве родами являются Metarhizium, Beauveria, Isaria, Ophiocordyceps, Cordyceps, Torubiella, Pochonia, Hirsutella, Paecilomyces и Lecanicillium (Litwin et al. 2020). Как правило, энтомопатогенные грибы заражают насекомых путем прямого проникновения в кутикулу, для чего им требуются адгезины и литические ферменты (хитиназы, протеазы и липазы). Впоследствии гриб преодолевает иммунную систему насекомого и колонизирует его тело, в конечном итоге образуя и распространяя новые конидии от своего мертвого хозяина. На протяжении всего процесса энтомопатогенные грибы должны производить широкий спектр инсектицидных вторичных метаболитов, которые позволяют им завершить свой жизненный цикл (Qu и Wang, 2018 ; Litwin et al., 2020).

ТутАгро - уникальная возможность пользоваться самыми современными разработками для безопасного сельского хозяйства.

Некоторые из этих энтомопатогенных грибов, в свою очередь, могут вести себя как эндофитные/микоризные грибы, аспект, который широко обсуждался в нескольких обзорах (Jaber и Ownley, 2018, Vega, 2018, Branine и др., 2019, Hu и Bidochka, 2019, Gange и др., 2019, Mantzoukas и Eliopoulos, 2020). Эндофитные грибы растений - это те, которые колонизируют и проводят часть своего жизненного цикла внутри растительных тканей, не вызывая повреждений или заболеваний у своего хозяина. За последние четыре десятилетия было сообщено о многочисленных видах эндофитных грибов, которые способны снижать питание растительноядных насекомых в колонизированных растениях. Это происходит из-за различных механизмов действия, которые включают системную активацию защиты растений, увеличение поглощения питательных веществ, которые используются для производства вторичных защитных метаболитов из соединений-предшественников, полученных в результате первичного метаболизма, или производство грибковых инсектицидных метаболитов (Bamisile et al. 2018).

Триходерма - очень полезный гриб-микопаразит в сельском хозяйстве.

Род грибов Trichoderma включает около 100 описанных видов, широко распространенных по всему миру из-за их быстрого роста, их способности использовать различные субстраты и переносить присутствие различных загрязняющих веществ и условий окружающей среды (Mishra et al., 2016, Hu et al., 2020). Его основной текущий экономический интерес основан на его использовании в качестве агента биологического контроля в сельском хозяйстве и в качестве производителя ферментов в различных отраслях промышленности (Jangir et al. 2017), хотя в последние годы его значимость в других секторах возрастает как стимулятор роста растений и толерантности к абиотическим стрессам (Poveda et al., 2019a, Poveda, 2020b), биоудобрение (Zhang et al. 2018) или микоремедиатор (Solanki et al. 2019).

Взаимодействуя с растением, Trichoderma ведёт себя преимущественно как корневой эндофит, колонизируя только самые наружные слои корня благодаря защитной реакции растения, опосредованной салициловой кислотой, которая препятствует проникновению гриба в сосудистые пучки и проявлению им функций системного патогена (Alonso-Ramírez et al., 2014 ; Poveda et al., 2020a). Таким образом, Trichoderma также способна активировать системную защиту растений от нападения вредителей и/или патогенов (Poveda et al., 2020b). Способы применения спор Trichoderma к сельскохозяйственным культурам включают предпосевную обработку семян или посадочного материала, заделку в почву во время посева или пересадки, полив путем орошения или применение в качестве корневой пропитки или погружения; наибольший успех колонизации был в случае прямого нанесения на семена и корни (Woo et al., 2014).

Микопаразитизм Trichoderma требует нескольких сигналов для начала формирования специализированных структур и выработки ферментов. Распознавая олигохитины клеточной стенки патогена (гриба или оомицета), Trichoderma начинает целенаправленно хемотропно расти. При контакте гифы Trichoderma обвиваются вокруг гиф патогена и начинают выделять ферменты, разрушающие клеточную стенку (хитиназы, β-1,3-глюканазы). Разрушение клеточной стенки гриба приводит к образованию пор, через которые Trichoderma получает питательные вещества от своей добычи (Guzmán-Guzmán et al., 2019; Sood et al. 2020).

Помимо способности паразитировать на грибах и оомицетах, сообщалось о том, что различные виды Trichoderma способны паразитировать на яйцах и личинках первых стадий нематод (Zhang et al., 2014, Ibrahim et al., 2020), насекомых (подробнее ниже).

Прямой контроль насекомых-вредителей с помощью Trichoderma

Trichoderma действует непосредственно как энтомопатоген, паразитируя и продуцируя инсектицидные вторичные метаболиты, антифиданты и репелленты.

Так же, как это было описано для других различных энтомопатогенных грибов, Trichoderma способна активно паразитировать на телах насекомых, используя их в качестве источника питательных веществ для образования новых конидий . Подавляющее большинство проведенных исследований были основаны на местном применении спор грибов в лабораторных условиях, сообщая о разных процентах смертности в зависимости от насекомого-вредителя и времени исследования. T. longibrachiatum и T. harzianum паразитируют на взрослых полужесткокрылых белокрылке табачной (Bemisia tabaci) и тропическом постельном клопе (Cimex hemipterus), вызывая показатели смертности 40% за 5 дней (Anwar et al. 2016) и 90% за 14 дней (Zahran et al. 2017) соответственно. Аналогичным образом, после 15 дней анализа различные виды Trichoderma вызывают процент смертности, близкий к 100 %, у взрослых жесткокрылых, таких как кокосовый пальмовый жук-носорог (Oryctes rhinoceros) (Nasution et al. 2018), бобовый долгоносик (Acanthoscelides obtectus) (Rodríguez-González et al., 2017, Rodríguez-González et al., 2020) и виноградный златок (Xylotrechus arvicola) (Rodríguez-González et al. 2017), а также у яиц и личинок (Rodríguez-González et al. 2018b). При применении в кормовых целях (зернах пшеницы) T. album вызывает гибель 94% взрослых особей малого зернового стеблевого жука (Rhyzopertha dominica) в течение 7 дней (Mohamed and Taha, 2017). Более того, в полевых условиях T. longibrachiatum способен повысить урожайность баклажанов на 56% благодаря обработке листьев спорами гриба, вызывая гибель до 50% чешуекрылого жука-стеблевого стеблевого жука (Leucinodes orbonalis) (Ghosh and Pal, 2016).

T. atroviride производит инсектицидные вторичные метаболиты, чтобы избежать поедания плодовой мухой (Drosophila melanogaster) (Atriztán-Hernández et al., 2019). Аналогичным образом, различные виды Trichoderma способны производить и выделять в окружающую среду вторичные метаболиты с высоким инсектицидным потенциалом. Наиболее изученным видом в этом смысле является T. harzianum, который производит такие метаболиты, как пептаиболы, способные вызывать смертность 100% в течение 15 дней у жесткокрылых, таких как мучной хрущак (Tenebrio molitor) (Shakeri and Foster, 2007) или красный мучной хрущак (Tribolium castaneum) (Rahim and Iqbal, 2019), и полужесткокрылых, таких как пшеничная тля (Schizaphis graminum и Diuraphis noxia) (Ganassi et al., 2001, Rahim and Iqbal, 2019), хлопковая тля (Aphis gossypii) или хлопковая тля (Amrasca bigutulla bigutulla) (Nawaz et al. 2020). Trichoderma также может продуцировать вторичные метаболиты летучей природы, такие как 6-пентил-α-пирон, способный вызвать 100% смертность в течение 48 часов у красного паутинного клеща (Tetranychus urticae) (Kottb, 2017).

С другой стороны, сообщалось о видах T. viride и T. citrinoviride, способных продуцировать различные соединения или молекулы с антифидантной активностью против различных насекомых. Хитиназы в основном были описаны против чешуекрылых, которые действуют на перитрофическую мембрану личинок, резко снижая их питание. В этом смысле показатели смертности в 50% в течение 7 дней были зарегистрированы у рисовой моли (Corcyra cephalonica) (Vijayakumar et al., 2016, Vijayakumar and Alagar, 2017), хлопковой совки (Helicoverpa armigera) (Chinnaperumal et al. 2018) и тутового шелкопряда (Bombyx mori) (Berini et al. 2016). В то время как другие соединения с антифидантной активностью были идентифицированы против полужесткокрылых, такие как свободные жирные кислоты метиллинолеат и линолевая кислота против M. persicae (Kaushik et al. 2020), или различные бисорбициллиноиды (бислонгихинолид, триходимерол и дигидротриходимерол) (Evidente et al, 2009), цитрантифидиен и цитрантифидиол (Evidente et al. 2008) против S. graminum .

Кроме того, существует несколько видов Trichoderma (T. harzianum, T. viride и T. citrinoviride), чьи летучие органические соединения (ЛОС) действуют как репелленты для насекомых-вредителей, снижая вредное воздействие на растительные ресурсы. Благодаря внесению спор гриба в почву удалось проверить, почему в районах обитания Trichoderma термиты Odontotermes formosanus не образуют туннелей (Xiong et al. 2018). Аналогичным образом, применение спор Trichoderma к хранящимся семенам фасоли способно снизить их поедание жуком A. obtectus до 10% из-за его репеллентного действия против одного из основных вредителей запасов, поражающего хранящуюся обыкновенную фасоль (Rodríguez-González et al., 2018a, Rodríguez-González et al., 2019, Rodríguez-González et al., 2020).

Косвенный контроль численности насекомых-вредителей с помощью Trichoderma

Trichoderma может также действовать косвенно как фитоэндофит или микопаразит, активируя системные защитные реакции растений, привлекая естественных врагов или паразитируя на насекомых-симбионтах.

Благодаря колонизации корней Trichoderma способна активировать защитные механизмы растений против атак патогенов и вредителей не только локально, но и системно, в ответ на реакции, опосредованные в основном фитогормонами салициловой кислотой (SA) и жасмоновой кислотой (JA) (Poveda et al., 2020b, Poveda, 2020c). Инокуляция листьев Cirsium arvense и Arabidopsis thaliana T. viride и T. gamsii, соответственно, активирует системные защитные механизмы растений, снижая потребление пищи жуком -щитовкой (Cassida rubiginosa) (Gange et al. 2012) и капустной пяденицей (Trichoplusia ni) (Zhou et al. 2018) соответственно до 25%. В случае полужесткокрылого B. tabaci активация защитных реакций, опосредованных SA, у растений томата (Solanum lycopersicum), колонизированных T. harzianum, привела к смертности до 35% (Jafarbeigi et al. 2020). Активация системных защитных реакций, опосредованных JA, у растений томата, колонизированных T. atroviride, приводит к выработке ингибиторов протеиназ в листьях, что приводит к 100% смертности чешуекрылых хлопковых совок в течение 25 дней (Coppola et al., 2019a, Coppola et al., 2019b). Аналогичным образом, у растений Lansium domesticum реакция, опосредованная JA, провоцирует выработку танинов, флобатанинов, флавоноидов, стероидов, гликозидов и алкалоидов в листьях, что препятствует питанию мучнистого червеца Unaspis mabilis (Silva et al. 2019).

Было доказано, как активация системных защитных реакций в растении путем колонизации корней Trichoderma вызывает накопление вторичных защитных метаболитов в тканях растения. Некоторые из этих метаболитов могут быть ЛОС с репеллентной активностью, такие как терпены (1-октен-3-ол и 6-пентил-α-пирон), снижающие 75% потребления листьев кукурузы кукурузной гусеницей (Spodoptera frugiperda) (Contreras-Cornejo et al., 2018a). Кроме того, эти метаболиты могут привлекать естественных врагов насекомых-вредителей, как было подтверждено с 6-пентил-α-пироном, аттрактантом ЛОС паразитоидной осы кукурузной гусеницы Campoletis sonorensis (Contreras-Cornejo et al., 2018b).

Вызывая системную устойчивость, опосредованную SA, колонизируя корни растений томата, T. harzianum, T. longibrachiatum и T. atroviride вызывают гибель 100% особей картофельной тли (Macrosiphum euphorbiae) в течение 25 дней. Это связано с выработкой растением ЛОС, таких как метилсалицилат, которые привлекают специфическую паразитоидную осу Aphidius ervi (Coppola et al., 2017, Coppola et al., 2019a, Coppola et al., 2019b) вместе с хищной тлей Macrolophus pygmaeus (Battaglia et al., 2013). Однако в случае других тлей, колонизация корней растений кукурузы (Zea mays) T. harzianum в полевых условиях вызвала системную устойчивость, опосредованную JA, которая привела к высвобождению ЛОС (Z)-3-гексен-1-ола, привлекающего хищника тли Harmonia axyridis и сокращающего популяцию насекомых-вредителей на 22% (Contreras-Cornejo et al. 2020). Аналогичным образом, против различных видов Auchenorrhyncha и Coccoidea в виноградниках в полевых условиях Trichoderma вызывает опосредованную JA продукцию ЛОС, которые привлекают полужесткокрылых паразитоидных ос семейства Mymaridae (Parrilli et al 2019).

Кроме того, Trichoderma может выступать в качестве эффективного антагониста кишечной микробиоты насекомых. Пероральное применение спор T. koningi к личинкам травяной моли (Ostrinia furnacalis) привело к гибели 30% особей в течение 12 дней вследствие нарушения кишечной микробиоты (Li et al., 2012, Li et al., 2013).

Заключение

Насекомые-вредители могут привести к серьёзным потерям урожайности сельскохозяйственных растений. Поэтому использование химических инсектицидов, способствующих снижению потерь, стало необходимым, хотя их массовое применение нанесло серьёзный ущерб окружающей среде. Развитие сельского хозяйства, бережно относящегося к окружающей среде, требует внедрения новых стратегий борьбы с насекомыми-вредителями, таких как использование биопестицидов .

Сегодня на рынке представлено множество микопестицидов, эффективно используемых для борьбы с насекомыми-вредителями, хотя их доля на рынке всё ещё очень мала. Возможно, это связано с использованием фермерами химических инсектицидов в последние десятилетия, что затрудняет разработку новых альтернатив, более зависимых от экологических и биологических факторов, таких как биопестициды. Несмотря на это, год за годом доля использования микопестицидов растёт, а доля химических пестицидов снижается.

Trichoderma — род нитчатых грибов, включающий несколько видов, широко изученных и используемых в качестве агентов биологической борьбы в сельском хозяйстве благодаря таким механизмам действия, как микопаразитизм на фитопатогенных грибах . Кроме того, Trichoderma демонстрирует высокую устойчивость в агросистеме благодаря различным способам получения ресурсов и может быть выгодно использована для широкого спектра сельскохозяйственных культур. В последние годы было проведено несколько исследований по использованию Trichoderma в качестве агента биологической борьбы с насекомыми-вредителями, в которых сообщалось о гибели до 100% насекомых как в лабораторных, так и в полевых условиях. В этом смысле следует подчеркнуть способность триходермы воздействовать на насекомых-вредителей различными способами: напрямую (паразитизм и продукция инсектицидных вторичных метаболитов, антифидантов и репеллентов) и косвенно (активация системных защитных реакций растений, привлечение естественных врагов и паразитизм симбиотических микроорганизмов-насекомых), что повышает её эффективность и возможности использования в агросистеме.

Не всякая Триходерма - сила!

Помните, что не любая триходерма способна приносить такую большую пользу растениям. В триходерме ТрихоСан Премиум мы собрали самое лучшее, что на сегодня известно науке о триходерме.

Мы также проводим опыты с триходермой и изучаем ее воздействие на вредителей. В одном из видео я продемонстрировал результаты, которые надежно дают понять, что триходерма - наша надежда на дальнейшее снижение использование синтетических пестицидов и на рост урожая:

🥰Помощь автору.

Если материал вам понравился и вы хотите оказать поддержку автору, то это можно сделать очень просто!

Использованная литература для этого обзора:

1. Abbas, 2020M.S.T. AbbasInteractions between entomopathogenic fungi and entomophagous insectsAdv. Entomol., 8 (2020), p. 130, 10.4236/ae.2020.83010
2. Abdul-Wahid and Elbanna, 2012O.A. Abdul-Wahid, S.M. ElbannaEvaluation of the insecticidal activity of Fusarium solani and Trichoderma harzianum against cockroaches; Periplaneta americanaAfr. J. Microbiol. Res., 6 (2012), pp. 1024-1032, 10.5897/AJMR
3. Akutse et al., 2013K.S. Akutse, N.K. Maniania, K.K.M. Fiaboe, J. Van den Berg, S. EkesiEndophytic colonization of Vicia faba and Phaseolus vulgaris (Fabaceae) by fungal pathogens and their effects on the life-history parameters of Liriomyza huidobrensis (Diptera: Agromyzidae)Fungal Ecol., 6 (2013), pp. 293-301, 10.1016/j.funeco.2013.01.003
4. Alonso-Ramírez et al., 2014A. Alonso-Ramírez, J. Poveda, I. Martín, R. Hermosa, E. Monte, C. NicolásSalicylic acid prevents Trichoderma harzianum from entering the vascular system of rootsMol. Plant Pathol., 15 (2014), pp. 823-831, 10.1111/mpp.12141
5. Anwar et al., 2016W. Anwar, M.N. Subhani, M.S. Haider, A.A. Shahid, H. Mushatq, M.Z. Rehman, et al.First record of Trichoderma longibrachiatum as entomopathogenic fungi against Bemisia tabaci in PakistanPakistan J. Phytopathol., 28 (2016), pp. 287-294
6. Atriztán-Hernández et al., 2019K. Atriztán-Hernández, A. Moreno-Pedraza, R. Winkler, T. Markow, A. Herrera-EstrellaTrichoderma atroviride from predator to prey: role of the mitogen-activated protein kinase Tmk3 in fungal chemical defense against fungivory by Drosophila melanogaster larvaeAppl. Environ. Microbiol., 85 (2019), pp. e01825-18, 10.1128/AEM.01825-18
7. Bamisile et al., 2018B.S. Bamisile, C.K. Dash, K.S. Akutse, R. Keppanan, L. WangFungal endophytes: beyond herbivore managementFront. Microbiol., 9 (2018), p. 544, 10.3389/fmicb.2018.00544
8. Battaglia et al., 2013D. Battaglia, S. Bossi, P. Cascone, M.C. Digilio, J.D. Prieto, P. Fanti, et al.Tomato below ground–above ground interactions: Trichoderma longibrachiatum affects the performance of Macrosiphum euphorbiae and its natural antagonistsMol. Plant-Microbe Interact., 26 (2013), pp. 1249-1256, 10.1094/MPMI-02-13-0059-R
9. Beck et al., 2018J.J. Beck, H.T. Alborn, A.K. Block, S.A. Christensen, C.T. Hunter, C.C. Rering, et al.Interactions among plants, insects, and microbes: elucidation of inter-organismal chemical communications in agricultural ecologyJ. Agric. Food Chem., 66 (2018), pp. 6663-6674Crossref
10. Berini et al., 2016F. Berini, S. Caccia, E. Franzetti, T. Congiu, F. Marinelli, M. Casartelli, G. TettamantiEffects of Trichoderma viride chitinases on the peritrophic matrix of LepidopteraPest Manag. Sci., 72 (2016), pp. 980-989Crossref
11. Branine et al., 2019M. Branine, A. Bazzicalupo, S. BrancoBiology and applications of endophytic insect-pathogenic fungiPLoS Pathog., 15 (2019), Article e1007831, 10.1371/journal.ppat.1007831
12. Castrillo et al., 2016M.L. Castrillo, G.A. Bich, P.D. Zapata, L. VillalbaBiocontrol of Leucoagaricus gongylophorus of leaf-cutting ants with the mycoparasitic agent Trichoderma koningiopsisMicosphere, 7 (2016), pp. 810-819, 10.5943/mycosphere/7/6/12
13. Chinnaperumal et al., 2018K. Chinnaperumal, B. Govindasamy, D. Paramasivam, A. Dilipkumar, A. Dhayalan, A. Vadivel, et al.Bio-pesticidal effects of Trichoderma viride formulated titanium dioxide nanoparticle and their physiological and biochemical changes on Helicoverpa armigera (Hub.)Pestic Biochem Physiol., 149 (2018), pp. 26-36, 10.1016/j.pestbp.2018.05.005
14. Contreras-Cornejo et al., 2018aH.A. Contreras-Cornejo, L. Macías-Rodríguez, E. del-Val, J. LarsenThe root endophytic fungus Trichoderma atroviride induces foliar herbivory resistance in maize plantsApp. Soil Ecol., 124 (2018), pp. 45-53, 10.1016/j.apsoil.2017.10.004
15. Contreras-Cornejo et al., 2018bH.A. Contreras-Cornejo, E. del-Val, L. Macías-Rodríguez, A. Alarcón, C.E. González-Esquivel, J. LarsenTrichoderma atroviride, a maize root associated fungus, increases the parasitism rate of the fall armyworm Spodoptera frugiperda by its natural enemy Campoletis sonorensisSoil Biol. Biochem., 122 (2018), pp. 196-202, 10.1016/j.soilbio.2018.04.013
16. Contreras-Cornejo et al., 2020H.A. Contreras-Cornejo, F. Viveros-Bremauntz, E. del-Val, L. Macías-Rodríguez, D.A. López-Carmona, A. Alarcón, et al.Alterations of foliar arthropod communities in a maize agroecosystem induced by the root-associated fungus Trichoderma harzianumJ. Pest Sci. (2020), 10.1007/s10340-020-01261-3
17. Coppola et al., 2017M. Coppola, P. Cascone, M.L. Chiusano, C. Colantuono, M. Lorito, F. Pennacchio, et al.Trichoderma harzianum enhances tomato indirect defense against aphidsInsect Sci., 24 (2017), pp. 1025-1033Crossref
18. Coppola et al., 2019aM. Coppola, P. Cascone, I. Di Lelio, S.L. Woo, M. Lorito, R. Rao, et al.Trichoderma atroviride P1 colonization of tomato plants enhances both direct and indirect defence barriers against insectsFront. Physiol., 10 (2019), p. 813, 10.3389/fphys.2019.00813
19. Coppola et al., 2019bM. Coppola, G. Diretto, M.C. Digilio, S.L. Woo, G. Giuliano, D. Molisso, et al.Transcriptome and metabolome reprogramming in tomato plants by Trichoderma harzianum strain T22 primes and enhances defence responses against aphidsFront. Physiol., 10 (2019), p. 745, 10.3389/fphys.2019.00745
20. El–Massry et al., 2016S.A.A. El–Massry, H.G. Shokry, M.E.M. HegabEfficiency of Trichoderma harzianum and some organic acids on the cotton bollworms, Earias insulana and Pectinophora gossypiellaJ. Plant Protect. Pathol., 7 (2016), pp. 143-148, 10.1007/s10340-019-01117-5
21. Evidente et al., 2008A. Evidente, G. Ricciardiello, A. Andolfi, M.A. Sabatini, S. Ganassi, C. Altomare, et al.Citrantifidiene and citrantifidiol: bioactive metabolites produced by Trichoderma citrinoviride with potential antifeedant activity toward aphidsJ. Agric. Food Chem., 56 (2008), pp. 3569-3573, 10.1021/jf073541h
22. Evidente et al., 2009A. Evidente, A. Andolfi, A. Cimmino, S. Ganassi, C. Altomare, M. Favilla, et al.Bisorbicillinoids produced by the fungus Trichoderma citrinoviride affect feeding preference of the aphid Schizaphis graminumJ. Chem. Ecol., 35 (2009), pp. 533-541, 10.1007/s10886-009-9632-6
23. Gad et al., 2020H.A. Gad, M.S. Al-Anany, S.A. AbdelgaleilEnhancement the efficacy of spinosad for the control Sitophilus oryzae by combined application with diatomaceous earth and Trichoderma harzianumJ. Stored Prod. Res., 88 (2020), Article 101663, 10.1016/j.jspr.2020.101663
24. Ganassi et al., 2001S. Ganassi, A. Moretti, C. Stornelli, B. Fratello, A.B. Pagliai, A. Logrieco, M.A. SabatiniEffect of Fusarium, Paecilomyces and Trichoderma formulations against aphid Schizaphis graminumMycopathologia, 151 (2001), pp. 131-138, 10.1023/A:1017940604692
25. Gange et al., 2012A.C. Gange, R. Eschen, J.A. Wearn, A. Thawer, B.C. SuttonDifferential effects of foliar endophytic fungi on insect herbivores attacking a herbaceous plantOecologia, 168 (2012), pp. 1023-1031, 10.1007/s00442-011-2151-5
26. Gange et al., 2019A.C. Gange, J. Koricheva, A.F. Currie, L.R. Jaber, S. VidalMeta-analysis of the role of entomopathogenic and unspecialized fungal endophytes as plant bodyguardsNew Phytol., 223 (2019), pp. 2002-2010, 10.1111/nph.15859
27. Geetha et al., 2003I. Geetha, K.P. Paily, V. Padmanaban, K. BalaramanOviposition response of the mosquito, Culex quinquefasciatus to the secondary metabolite (s) of the fungus, Trichoderma virideMem. Inst. Oswaldo Cruz, 98 (2003), pp. 223-226, 10.1590/S0074-02762003000200010
28. Ghosh and Pal, 2016S.K. Ghosh, S. PalEntomopathogenic potential of Trichoderma longibrachiatum and its comparative evaluation with malathion against the insect pest Leucinodes orbonalisEnviron. Monit. Assess., 188 (2016), p. 37, 10.1007/s10661-015-5053-x
29. Hatvani et al., 2019L. Hatvani, M. Homa, K. Chenthamara, F. Cai, S. Kocsubé, L. Atanasova, et al.Agricultural systems as potential sources of emerging human mycoses caused by Trichoderma: a successful, common phylotype of Trichoderma longibrachiatum in the frontlineFEMS Microbiol. Lett., 366 (2019), p. fnz246, 10.1093/femsle/fnz246
30. Hu and Bidochka, 2019S. Hu, M.J. BidochkaRoot colonization by endophytic insect-pathogenic fungiJ. App. Microbiol., 14503 (2019), 10.1111/jam.14503
31. Hu et al., 2020J. Hu, Y. Zhou, K. Chen, J. Li, Y. Wei, Y. Wang, et al.Large-scale Trichoderma diversity was associated with ecosystem, climate and geographic locationEnviron. Microbiol., 22 (2020), pp. 1011-1024, 10.1111/1462-2920.14798
32. Hyde et al., 2019K.D. Hyde, J. Xu, S. Rapior, R. Jeewon, S. Lumyong, A.G.T. Niego, et al.The amazing potential of fungi: 50 ways we can exploit fungi industriallyFungal Div., 97 (2019), pp. 1-136, 10.1007/s13225-019-00430-9
33. Ibrahim et al., 2020D.S. Ibrahim, M.M. Elderiny, R.A. Ansari, R. Rizvi, A. Sumbul, I. MahmoodRole of Trichoderma spp. in the management of plant-parasitic nematodes infesting important cropR.A. Ansari, R. Rizvi, I. Mahmood (Eds.), Management of Phytonematodes: Recent Advances and Future Challenges, Springer, Singapore (2020), pp. 259-278Crossref
34. Jaber and Ownley, 2018L.R. Jaber, B.H. OwnleyCan we use entomopathogenic fungi as endophytes for dual biological control of insect pests and plant pathogens?Biol. Control, 116 (2018), pp. 36-45, 10.1016/j.biocontrol.2017.01.018
35. Jafarbeigi et al., 2020F. Jafarbeigi, M.A. Samih, H. Alaei, H. ShiraniInduced tomato resistance against Bemisia tabaci triggered by salicylic acid, β-aminobutyric acid, and TrichodermaNeotrop. Entomol., 49 (2020), pp. 456-467, 10.1007/s13744-020-00771-0
36. Jangir et al., 2017M. Jangir, R. Pathak, S. SharmaTrichoderma and its potential applicationsD.P. Singh, H.B. Singh, R. Prabha (Eds.), Plant-Microbe Interactions in Agro-Ecological Perspectives, Springer, Singapore (2017), pp. 323-339Crossref
37. Jankielsohn, 2018A. JankielsohnThe importance of insects in agricultural ecosystemsAdv. Entomol., 6 (2018), pp. 62-73, 10.4236/ae.2018.62006
38. Jorge Poveda Trichoderma as biocontrol agent against pests: New uses for a mycoparasite, Biological Control, Volume 159, 2021, 104634, ISSN 1049-9644, https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2021.104634.
39. Kaushik et al., 2020N. Kaushik, C.E. Díaz, H. Chhipa, L.F. Julio, M.F. Andrés, A. González-ColomaChemical composition of an aphid antifeedant extract from an endophytic fungus, Trichoderma sp. EFI671Microorganisms, 8 (2020), p. 420, 10.3390/microorganisms8030420
40. Kottb, 2017M.R. KottbBioactivity of Trichoderma (6-Pentyl α-pyrone) against Tetranychus urticae Koch (Acari: Tetranychidae)Egypt. Acad. J. Biol. Sci., 10 (2017), pp. 29-34
41. Kubicek et al., 2011C.P. Kubicek, A. Herrera-Estrella, V. Seidl-Seiboth, D.A. Martinez, I.S. Druzhinina, M. Thon, et al.Comparative genome sequence analysis underscores mycoparasitism as the ancestral life style of TrichodermaGenome Biol., 12 (2011), p. R40, 10.1186/gb-2011-12-4-r40
42. Kubicek et al., 2019C.P. Kubicek, A.S. Steindorff, K. Chenthamara, G. Manganiello, B. Henrissat, J. Zhang, et al.Evolution and comparative genomics of the most common Trichoderma speciesBMC Genom., 20 (2019), p. 485, 10.1186/s12864-019-5680-7
43. Kushiyev et al., 2020R. Kushiyev, C. Tuncer, I. Erper, G. ÖzerThe utility of Trichoderma spp. isolates to control of Xylosandrus germanus Blandford (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae)J. Plant Dis. Protect. (2020), 10.1007/s41348-020-00375-1
44. Laib et al., 2020D.E. Laib, A. Benzara, S. Akkal, C. BensouiciThe anti-acetylcholinesterase, insecticidal and antifungal activities of the entophytic fungus Trichoderma sp. isolated from Ricinus communis L. against Locusta migratoria L. and Botrytis cinerea Pers.: FrActa Sci. Nat., 7 (2020), pp. 112-125, 10.2478/asn-2020-0011
45. Le Goff and Giraudo, 2019G. Le Goff, M. GiraudoEffects of pesticides on the environment and insecticide resistanceJ.F. Picimbon (Ed.), Olfactory Concepts of Insect Control-Alternative to Insecticides, Springer, Cham (2019), pp. 51-78Crossref
46. Li et al., 2013Y. Li, K. Fu, S. Gao, Q. Wu, L. Fan, Y. Li, J. ChenImpact on bacterial community in midguts of the asian corn borer larvae by transgenic Trichoderma Strain overexpressing a heterologous chit42 gene with chitin-binding domainPLoS One, 8 (2013), Article e55555, 10.1080/03601234.2012.668455
47. Li et al., 2012Y.Y. Li, J. Tang, K.H. Fu, S.G. Gao, Q. Wu, J. ChenConstruction of transgenic Trichoderma koningi with chit42 of Metarhizium anisopliae and analysis of its activity against the Asian corn borerJ. Environ. Sci. Heal. B, 47 (2012), pp. 622-630, 10.1080/03601234.2012.668455
48. Litwin et al., 2020A. Litwin, M. Nowak, S. RóżalskaEntomopathogenic fungi: unconventional applicationsRev. Environ. Sci. Biotechnol., 19 (2020), pp. 23-42, 10.1007/s11157-020-09525-1
49. Lopez and Orduz, 2003E. Lopez, S. OrduzMetarhizium anisopliae and Trichoderma viride for control of nests of the fungus-growing ant, Atta cephalotesBiol. Control, 27 (2003), pp. 194-200, 10.1016/S1049-9644(03)00005-7
50. Losey and Vaughan, 2006J.E. Losey, M. VaughanThe economic value of ecological services provided by insectsBiosci., 56 (2006), pp. 311-323, 10.1641/0006-3568(2006)56[311:TEVOES]2.0.CO;2
51. Manivel and Rajkumar, 2018S.B. Manivel, G.S. RajkumarMycopesticides: fungal based pesticides for sustainable agricultureP. Gehlot, J. Singh (Eds.), Fungi and their Role in Sustainable Development: Current Perspectives, Springer, Singapore (2018), pp. 183-203
52. Manosathiyadevan et al., 2017M. Manosathiyadevan, V. Bhuvaneshwari, R. LathaImpact of insects and pests in loss of crop production: A ReviewA. Dhanarajan (Ed.), Sustainable Agriculture towards Food Security, Springer, Singapore (2017), pp. 57-67Crossref
53. Mantzoukas and Eliopoulos, 2020S. Mantzoukas, P.A. EliopoulosEndophytic entomopathogenic fungi: a valuable biological control tool against plant pestsApp. Sci., 10 (2020), p. 360, 10.3390/app10010360
54. Mishra et al., 2016N. Mishra, S.S. Khan, S.K. SundariNative isolate of Trichoderma: a biocontrol agent with unique stress tolerance propertiesWorld J. Microbiol. Biotechnol., 32 (2016), p. 130, 10.1007/s11274-016-2086-4
55. Mohamed and Taha, 2017Mohamed, G.S., Taha, E. 2017. Potency of entomopathogenic fungi, Trichoderma album Preuss in controlling, Rhzopertha dominica F. (Coleoptera: Bostrichidae) under laboratory conditions. Journal of Plant Protection and Pathology, 8, 571-576. J. Plant Prot. Res.
56. Muvea et al., 2014A.M. Muvea, R. Meyhöfer, S. Subramanian, H.M. Poehling, S. Ekesi, N.K. ManianiaColonization of onions by endophytic fungi and their impacts on the biology of Thrips tabaciPLoS One, 9 (2014), Article e108242, 10.1371/journal.pone.0108242
57. Nasution et al., 2018Nasution, L., Corah, R., Nuraida, N., Siregar, A.Z. 2018. Effectiveness Trichoderma and Beauveria bassiana on larvae of Oryctes rhinoceros on palm oil plant (Elaeis Guineensis Jacq.) in vitro. Int. J. Environ. Agric. Biotech. 3, 239050. DOI:10.22161/ijeab/3.1.20.
58. Nawaz et al., 2020A. Nawaz, M.D. Gogi, M. Naveed, M. Arshad, M. Sufyan, M. Binyameen, et al.In vivo and in vitro assessment of Trichoderma species and Bacillus thuringiensis integration to mitigate insect pests of brinjal (Solanum melongena L.)Egypt. Acad. J. Biol. Sci., 30 (2020), p. 60, 10.1186/s41938-020-00258-5
59. Oliveira et al., 2014C.M. Oliveira, A.M. Auad, S.M. Mendes, M.R. FrizzasCrop losses and the economic impact of insect pests on Brazilian agricultureCrop Prot., 56 (2014), pp. 50-54, 10.1016/j.cropro.2013.10.022
60. Ortiz and Orduz, 2001A. Ortiz, S. OrduzIn vitro evaluation of Trichoderma and Gliocladium antagonism against the symbiotic fungus of the leaf-cutting ant Atta cephalotesMycopathologia, 150 (2001), pp. 53-60, 10.1023/A:1010843413085
61. Parrilli et al., 2019M. Parrilli, D. Sommaggio, C. Tassini, S. Di Marco, F. Osti, R. Ferrari, et al.The role of Trichoderma spp. and silica gel in plant defence mechanisms and insect response in vineyardBull. Entomol. Res., 109 (2019), pp. 771-780, 10.1017/S0007485319000075
62. Poveda, 2020aJ. PovedaCyanobacteria in plant health: biological strategy against abiotic and biotic stressesCrop Protec., 105450 (2020), 10.1016/j.cropro.2020.105450
63. Poveda, 2020bJ. PovedaTrichoderma parareesei favors the tolerance of rapeseed (Brassica napus L.) to salinity and drought due to a chorismate mutaseAgronomy, 10 (2020), p. 118, 10.3390/agronomy10010118
64. Poveda, 2020cJ. PovedaUse of plant-defense hormones against pathogen-diseases of postharvest fresh producePhysiol. Mol. Plant Path., 111 (2020), Article 101521, 10.1016/j.pmpp.2020.101521
65. Poveda et al., 2019aJ. Poveda, R. Hermosa, E. Monte, C. NicolásTrichoderma harzianum favours the access of arbuscular mycorrhizal fungi to non-host Brassicaceae roots and increases plant productivitySci. Rep., 9 (2019), pp. 1-11, 10.1038/s41598-019-48269-z
66. Poveda et al., 2019bJ. Poveda, R. Hermosa, E. Monte, C. NicolásThe Trichoderma harzianum Kelch protein ThKEL1 plays a key role in root colonization and the induction of systemic defense in Brassicaceae plantsFront. Plant Sci., 10 (2019), p. 1478, 10.3389/fpls.2019.01478
67. Poveda et al., 2020aJ. Poveda, D. Eugui, P. Abril-UriasCould Trichoderma be a plant pathogen? Successful root colonizationA.K. Sharma, P. Sharma (Eds.), Trichoderma, Springer, Singapore (2020), pp. 35-59Crossref
68. Poveda et al., 2020bJ. Poveda, P. Abril-Urias, C. EscobarBiological control of plant-parasitic nematodes by filamentous fungi inducers of resistance: Trichoderma, mycorrhizal and endophytic fungiFront. Microbiol., 11 (2020), 10.3389/fmicb.2020.00992
69. Pretty and Bharucha, 2015J. Pretty, Z.P. BharuchaIntegrated pest management for sustainable intensification of agriculture in Asia and AfricaInsects, 6 (2015), pp. 152-182, 10.3390/insects6010152
70. Qu and Wang, 2018S. Qu, S. WangInteraction of entomopathogenic fungi with the host immune systemDev. Comp. Immunol., 83 (2018), pp. 96-103, 10.1016/j.dci.2018.01.010
71. Rahim and Iqbal, 2019S. Rahim, M. IqbalExploring enhanced insecticidal activity of mycelial extract of Trichoderma harzianum against Diuraphis noxia and Tribolium castaneumSarhad J. Agric., 35 (2019), pp. 757-762, 10.17582/journal.sja/2019/35.3.757.762
72. Rajendran and Singh, 2016Rajendran, T.P., Singh, D., 2016. Insects and pests, in: Omkar (Ed.) Ecofriendly Pest Management for Food Security. Academic Press, Cambridge, pp. 1-24.
73. Razinger et al., 2014aJ. Razinger, M. Lutz, H.J. Schroers, G. Urek, J. GrunderEvaluation of insect associated and plant growth promoting fungi in the control of cabbage root fliesJ. Econ. Entomol., 107 (2014), pp. 1348-1354, 10.1603/EC14004
74. Razinger et al., 2014bJ. Razinger, M. Lutz, H.J. Schroers, M. Palmisano, C. Wohler, G. Urek, J. GrunderDirect plantlet inoculation with soil or insect-associated fungi may control cabbage root fly maggotsJ. Invertebr. Pathol., 120 (2014), pp. 59-66, 10.1016/j.jip.2014.05.006
75. Rocha et al., 2017S.L. Rocha, H.C. Evans, V.L. Jorge, L.A. Cardoso, F.S. Pereira, F.B. Rocha, et al.Recognition of endophytic Trichoderma species by leaf-cutting ants and their potential in a Trojan-horse management strategyR. Soc. Open Sci., 4 (2017), Article 160628, 10.1098/rsos.160628
76. Rodríguez-González et al., 2019A. Rodríguez-González, P.A. Casquero, R.E. Cardoza, S. GutiérrezEffect of trichodiene synthase encoding gene expression in Trichoderma strains on their effectiveness in the control of Acanthoscelides obtectusJ. Stored Prod. Res., 83 (2019), pp. 275-280, 10.1016/j.jspr.2019.07.006
77. Rodríguez-González et al., 2017Á. Rodríguez-González, S. Mayo, Ó. González-López, B. Reinoso, S. Gutierrez, P.A. CasqueroInhibitory activity of Beauveria bassiana and Trichoderma spp. on the insect pests Xylotrechus arvicola (Coleoptera: Cerambycidae) and Acanthoscelides obtectus (Coleoptera: Chrisomelidae: Bruchinae)Environ. Monit. Assess., 189 12 (2017), 10.1007/s10661-016-5719-z
78. Rodríguez-González et al., 2018aÁ. Rodríguez-González, P.A. Casquero, V. Suárez-Villanueva, G. Carro-Huerga, S. Álvarez-García, S. Mayo-Prieto, et al.Effect of trichodiene production by Trichoderma harzianum on Acanthoscelides obtectusJ. Stored Prod. Res., 77 (2018), pp. 231-239, 10.1016/j.jspr.2018.05.001
79. Rodríguez-González et al., 2018bÁ. Rodríguez-González, G. Carro-Huerga, S. Mayo-Prieto, A. Lorenzana, S. Gutiérrez, H.J. Peláez, P.A. CasqueroInvestigations of Trichoderma spp. and Beauveria bassiana as biological control agent for Xylotrechus arvicola, a major insect pest in Spanish vineyardsJ. Econ. Entomol., 111 (2018), pp. 2585-2591, 10.1093/jee/toy256
80. Rodríguez-González et al., 2020Á. Rodríguez-González, M.P. Campelo, A. Lorenzana, S. Mayo-Prieto, Ó. González-López, S. Álvarez-García, et al.Spores of Trichoderma strains sprayed over Acanthoscelides obtectus and Phaseolus vulgaris L. beans: effects in the biology of the bean weevilJ. Stored Prod. Res., 88 (2020), Article 101666, 10.1016/j.jspr.2020.101666
81. Savary et al., 2019S. Savary, L. Willocquet, S.J. Pethybridge, P. Esker, N. McRoberts, A. NelsonThe global burden of pathogens and pests on major food cropsNat. Ecol. Evol., 3 (2019), pp. 430-439, 10.1038/s41559-018-0793-y
82. Shakeri and Foster, 2007J. Shakeri, H.A. FosterProteolytic activity and antibiotic production by Trichoderma harzianum in relation to pathogenicity to insectsEnzyme Microb. Technol., 40 (2007), pp. 961-968, 10.1016/j.enzmictec.2006.07.041
83. Sharma et al., 2020Sharma, G., Malthankar, P.A., Mathur, V., 2020) Insect–plant interactions: a multilayered relationship. Ann. Entomol. Soc. Am. DOI:10.1093/aesa/saaa032.
84. Silva et al., 2019B.B. Silva, C.G. Banaay, K. SalamanezTrichoderma-induced systemic resistance against the scale insect (Unaspis mabilis Lit & Barbecho) in lanzones (Lansium domesticum Corr.)Agric. For., 65 (2019), pp. 59-78, 10.17707/AgricultForest.65.2.05
85. Sindhu et al., 2017S.S. Sindhu, A. Sehrawat, R. Sharma, A. KhandelwalBiological control of insect pests for sustainable agricultureT.K. Adhya, B.B. Mishra, K. Annapura, D.K. Verma, U. Kumar (Eds.), Advances in Soil Microbiology: Recent Trends and Future Prospects, Springer, Singapore (2017), pp. 189-218Crossref
86. Singh et al., 2019A. Singh, R. Bhardwaj, I.K. SinghBiocontrol agents: potential of biopesticides for integrated pest managementB. Giri, R. Prasad, Q.S. Wu, A. Varma (Eds.), Biofertilizers for Sustainable Agriculture and Environment, Springer, Cham (2019), pp. 413-433Crossref
87. Solanki et al., 2019Solanki, M. K., Kashyap, B. K., Solanki, A. C., Malviya, M. K., & Surapathrudu, K. (2019). Helpful linkages of Trichodermas in the process of mycoremediation and mycorestoration, in: Ansari, R.A., Mahmood, I. (Eds.) Plant Health Under Biotic Stress. Springer, Singapore pp. 51-64.
88. Sood et al., 2020M. Sood, D. Kapoor, V. Kumar, M.S. Sheteiwy, M. Ramakrishnan, M. Landi, et al.Trichoderma: the “secrets” of a multitalented biocontrol agentPlants, 9 (2020), p. 762, 10.3390/plants9060762
89. Sundaravadivelan and Padmanabhan, 2014C. Sundaravadivelan, M.N. PadmanabhanEffect of mycosynthesized silver nanoparticles from filtrate of Trichoderma harzianum against larvae and pupa of dengue vector Aedes aegypti LEnviron. Sci. Pollut. Res., 21 (2014), pp. 4624-4633, 10.1007/s11356-013-2358-6
90. Vázquez, 2019Vázquez, L.L., 2019. Interactions of entomopathogenic fungus with entomophagous insects in agroecosystems, in: Souza, B., Vázquez, L.L., Marucci, R.C. (Eds.) Natural Enemies of Insect Pests in Neotropical Agroecosystems. Springer, Cham, pp. 161-171.
91. Vega, 2018F.E. VegaThe use of fungal entomopathogens as endophytes in biological control: a reviewMycologia, 110 (2018), pp. 4-30, 10.1080/00275514.2017.1418578
92. Vijayakumar et al., 2016N. Vijayakumar, S. Alagar, N. MadanagopalEffects of chitinase from Trichoderma viride on feeding, growth and biochemical parameters of the rice moth, Corcyra cephalonica StaintonJ. Entomol. Zool. Stud., 4 (2016), pp. 520-523
93. Vijayakumar and Alagar, 2017Vijayakumar, N., Alagar, S. 2017. Consequence of chitinase from Trichoderma viride integrated feed on digestive enzymes in Corcyra cephalonica (Stainton) and antimicrobial potential. Biosci. Biotechnol. Res. Asia 14, 513-519. DOI:10.13005/bbra/2473.
94. Woo et al., 2014S.L. Woo, M. Ruocco, F. Vinale, M. Nigro, R. Marra, N. Lombardi, et al.Trichoderma-based products and their widespread use in agricultureOpen Mycol. J., 8 (2014), pp. 71-126, 10.2174/1874437001408010071
95. Xiong et al., 2018H. Xiong, K. Xue, W. Qin, X. Chen, H. Wang, X. Shi, et al.Does soil treated with conidial formulations of Trichoderma spp. attract or repel subterranean termites?J. Econ. Entomol., 111 (2018), pp. 808-816, 10.1093/jee/toy021
96. Zahran et al., 2017Z. Zahran, N.M.I.M. Nor, H. Dieng, T. Satho, A.H. Ab MajidLaboratory efficacy of mycoparasitic fungi (Aspergillus tubingensis and Trichoderma harzianum) against tropical bed bugs (Cimex hemipterus) (Hemiptera: Cimicidae)Asian Pac. J. Trop. Biomed., 7 (2017), pp. 288-293, 10.1016/j.apjtb.2016.12.021
97. Zarate et al., 2015J. Zarate, M. Caasi-Lit, V. Cuevas, G. Cocjin IIITerrestrial arthropod profile and soil microbial population dynamics on cabbage cropping as affected by application of Trichoderma microbial inoculant (TMI) in QuezonJ. Environ. Sci. Manag., 18 (2015), pp. 10-22Crossref
98. Zhang et al., 2014S. Zhang, Y. Gan, B. Xu, Y. XueThe parasitic and lethal effects of Trichoderma longibrachiatum against Heterodera avenaeBiol. Control, 72 (2014), pp. 1-8, 10.1016/j.biocontrol.2014.01.009
99. Zhang et al., 2018F. Zhang, Y. Huo, A.B. Cobb, G. Luo, J. Zhou, G. Yang, et al.Trichoderma biofertilizer links to altered soil chemistry, altered microbial communities, and improved grassland biomassFront. Microbiol., 9 (2018), p. 848, 10.3389/fmicb.2018.00848
100. Zhou et al., 2018D. Zhou, X.F. Huang, J. Guo, M.L. dos-Santos, J.M. VivancoTrichoderma gamsii affected herbivore feeding behaviour on Arabidopsis thaliana by modifying the leaf metabolome and phytohormonesMicrobial Biotech., 11 (2018), pp. 1195-1206, 10.1111/1751-7915.13310