Введение
Современные разработки в области молекулярной биологии повысили значение исследований дезоксирибонуклеиновой кислоты (ДНК носителя генетической информации) в эволюционной и консервативной биологии (Картер, Воглер и Ване-Врайт 1997; Дин и Баллард 2001; Фукацу 1999; Хилис, Мориц и Мэйбл 1996; Кик, Белшау и Лопез-Ваамонде 1999).
С другой стороны, доступность "простых в применении" молекулярных методов вызвала повышенный интерес к музейным коллекциям, поскольку они чрезвычайно полезны для изучения вымерших видов на молекулярном уровне и проведения биомолекулярного анализа только на морфологическом уровне.
С началом нескольких проектов ДНК по штрих-кодированию также возрос интерес к музейным коллекциям, поскольку они предлагают огромное количество образцов, которые могут привести к глобальным компаниям штрих-кодирования без каких-либо новых полевых коллекций.
В связи с таким энтузиазмом к извлечению ДНК из музейных образцов (например, Cooper 1994; Houde and Braun 1988; Payne and Sorenson 2003), кураторы и хранители музея поняли, что существует потенциальный конфликт между сохранением образцов и использованием их для экспериментальных процедур.
Тот факт, что методы извлечения образцов являются разрушительными для них, наталкивается на необходимость сохранения незаменимых образцов.
Следовательно, ущерб, нанесенный коллекции, должен быть сбалансирован с той "ценностью", которую молекулярный анализ придает исследуемым образцам.
В результате различных процедур геномной амплификации ДНК количество тканей, необходимых для молекулярных анализов, становится все меньше и меньше, однако минимальное количество образцов (количество которых может варьироваться в разных таксонах) все еще требуется.
Однако использование очень маленьких порций тканей для сохранения целостности образца может привести к фальшивой экономии, так как не может дать никаких генетических данных. Кроме того, извлеченная ДНК может быть повреждена и непригодна для биомолекулярных исследований.
Музейные кураторы и хранители должны, таким образом, определить, будут ли образцы, которые могут быть отобраны для анализа, иметь значительную ценность, или же затраты, связанные с повреждением или потерей образца, превышают ожидаемый научный интерес.
Последствия хранения архивов для сохранения насекомых
ДНК является относительно химически стабильной молекулой, но она хорошо сохраняется не во всех условиях хранения.
Основными проблемами, возникающими при использовании молекулярных образцов для хранения, являются срез ДНК и сшивание ДНК между сетками.
Срезание ДНК - это распад ДНК на мелкие фрагменты, вызванный рядом факторов, включая воздействие радиации (в основном УФ-лучей), температуру, рН и возраст образца. Эти факторы делают насекомых, не погруженных в фиксирующие растворы, чрезвычайно хрупкими и часто не пригодными для молекулярного анализа.
Фрагментация ДНК может влиять как на извлечение, так и на амплификацию ДНК, поскольку короткие фрагменты осаждаются менее эффективно, чем длинные, что приводит к снижению урожайности после извлечения ДНК.
Кроме того, распад ДНК может привести к неудачному усилению полимеразной цепной реакции (ПЦР) длинных фрагментов ДНК.
Сшивание между прядями связано с различными химическими реакциями, такими как алкилирование (добавление алкильной группы к нуклеотидам), которые ингибируют денатурацию и, следовательно, усиление ДНК при ПЦР. Появление межниточного сшивания блокирует продвижение ДНК-полимеразы по образцу ДНК, влияя на эффективность ПЦР.
В настоящее время ультрахолодное замораживание при температуре 808C и жидкий азот являются двумя наиболее эффективными методами хранения образцов, поскольку оба метода дают результаты, сопоставимые с результатами, полученными с использованием свежих образцов после выделения ДНК и ПЦР-амплификации.
Однако образцы, хранящиеся таким образом, не всегда доступны, и, в частности, может быть трудно использовать эти методы во время полевых исследований или для хранения большого количества образцов.
Материалы, которые были специально собраны для генетического анализа, позволяют легко получить ДНК высокого качества.
В целях обеспечения этого высококачественного процесса необходимы надлежащие инструменты для сбора и инфраструктура для хранения.
Растущая популярность штрих-кодирования ДНК и молекулярной таксономии в целом подчеркивает растущую потребность в такой практике и оборудовании.
В силу этих трудностей для сохранения образцов ДНК насекомых применялось несколько альтернативных и практических методов (Дин и Баллард 2001; Дессауэр, Коул и Хафнер 1996; Диллон, Остин и Бартовски 1996; Фукацу 1999; Мандриоли, Борсатти и Мола 2006; Пост, Флук и Миллер 1993; Куик, Белшав и Лопес).
В частности, представляется чрезвычайно важным как можно скорее удалить воду из тканей насекомых, чтобы избежать разрушения ДНК.
Некоторые специалисты по колетариям (специалисты по жукам) и диптеристам (специалисты по мухам) проводят быстрое высыхание образцов путем помещения их в герметичный контейнер с кремниевым гелем.
Крупные насекомые могут быть быстро и эффективно высушены только при использовании сушки в критической точке, что приводит к получению хорошо сохранившихся образцов.
Лучшие фиксирующие растворы для насекомых различаются в зависимости от кутикулового состава. Обзор различных методов в литературе не позволил выявить уникальный, широко применяемый и экономически эффективный архивный носитель.
Отсутствие точных сведений о способах хранения насекомых повышает вероятность их ненадлежащего хранения и указывает на необходимость дальнейших исследований.
Например, согласно сообщениям, растворы холодного 70 и 100% этанола являются высокоэффективными в Hymenoptera (пчелы, осы и муравьи), тогда как в Lepidoptera (бабочки и моли) они были малоэффективными, как в Mandrioli, Borsatti, и Mola (2006), и в Coleoptera Reeiss (1995).
Эта разница может объясняться более медленным поступлением этанола в ткани лепидоптерана и колеоптерана, о чем сообщают крупные виды крылатых.
Эту проблему удалось решить в грудной клетке и животе с помощью маленьких отверстий в грудной клетке и брюшной полости, через которые в них проникает жидкость.
Это говорит о том, что ДНК разлагается меньше, если она быстро насыщается алкоголем. Использование абсолютного этанола предпочтительнее спирта (например, 95% этанола, 1% метанола и 4% воды), поскольку ДНК лучше сохраняется и содержит некоторые загрязнения, которые могут повлиять на процесс ПЦР.
